Ultrascharfes Lichtmikroskop entschlüsselt grundlegende Mechanismen der Nervenkommunikation

Göttinger Max-Planck-Forschern gelingt mit neuer Mikroskopie-Technik erstmals Nanostrukturen der biologischen Signalübertragung sichtbar zu machen

14. April 2006

Ein neues Fenster in die biologische Nanowelt haben Forscher des Göttinger Max-Planck-Instituts für biophysikalische Chemie aufgestoßen: Mit Hilfe der am selben Institut neu entwickelten STED-Mikroskopie (Stimulated Emission Depletion) konnten die Forscher jetzt erstmals Proteine in einzelnen synaptischen Vesikeln abbilden und klären, wie die an der Synapse ausgeschütteten Proteine recycelt werden (Nature, 13. April 2006). In einer fast parallel in "Science" (Science Express 13. April 2006) erscheinenden Publikation haben die Forscher die STED-Mikroskopie eingesetzt um mit Wissenschaftlern des European Neuroscience Institute und der Universität Würzburg zu klären, auf welche Weise sich das Protein Bruchpilot in Synapsen räumlich anordnet und dadurch die Ausbildung aktiver synaptischer Zonen induziert. Die STED-Mikroskopie unterscheidet sich somit radikal von der herkömmlichen Lichtmikroskopie, da ihre Auflösung nicht mehr durch die Lichtwellenlänge begrenzt wird. Dadurch sind optische Untersuchungen in Zellen nunmehr auch auf der Nanometerskala möglich.

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Die STED-Mikroskopie. Der blaue Lichtstrahl (EXC beam) wird mithilfe eines geeigneten Spiegels in das Objektiv (Lens) gelenkt, wo er aufgrund der Beugung zu einem Spot von ca. 200 Nanometer Durchmesser fokussiert wird. Er regt Fluoreszenz-Markermoleküle an, mit denen man die zu untersuchenden Moleküle (z. B. Proteine) der Probe markiert hat. Die Markermoleküle gelangen so in einen höheren Energiezustand, aus dem sie Licht anderer Wellenlänge emittieren (Fluoreszenz) und dabei in den Grundzustand zurückkehren. Das Fluoreszenzlicht (grün) wird vom selben Objektiv aufgefangen und im Detektor registriert. Rastert man mit diesem blauen Anregungs-Spot die Probe (Zelle) ab und registriert jeweils das entstehende Fluoreszenzlicht in einem Rechner, so bekommt man ein Bild der Probe. Dabei gilt: Je kleiner der Anregungs-Spot, desto schärfer ist das Mikroskop. Leider lässt sich aufgrund der Beugung der Anregungspot normalerweise nicht weiter verkleinern. Der Trick der STED-Mikroskopie besteht nun darin, dass man einen zweiten Strahl (STED beam, orange eingezeichnet) verwendet, der die angeregten Fluoreszenzmarker abregt, bevor sie Fluoreszenzlicht emittieren. Wenn man den STED-Strahl ringförmig (STED spot) um den Anregungs-Spot ausbildet, bewirkt man, dass vorwiegend Marker aus dem Außenbereich des Anregungsspots abgeregt werden und nicht in seinem Inneren. Das Ergebnis ist ein effektiver Fluoreszenzspot (grün), der hier auf etwa 66 Nanometer im Durchmesser reduziert ist. Macht man den STED-spot sehr intensiv, lässt sich dieser Fleck prinzipiell bis auf Molekülgröße schärfen und eine molekulare Auflösung erzielen - eine spannende Aufgabe für die nahe Zukunft.

Seit seiner Erfindung im 17. Jahrhundert ist das Lichtmikroskop d e r Schlüssel zu neuen biologischen und medizinischen Erkenntnissen. Doch Licht unterliegt als Welle der Beugung, deren auflösungsbegrenzende Wirkung von Ernst Abbe bereits 1873 erkannt wurde. Laut Abbe können Strukturen, die enger als 200 Nanometer beieinander liegen, nicht scharf voneinander getrennt werden. Sie erscheinen im Lichtmikroskop lediglich als verschwommenes Ganzes. Abbes Erkenntnis galt lange Zeit als unüberwindbar: Für eine höhere Auflösung - so die Lehrmeinung - könnte man nur ein Elektronenmikroskop einsetzen.

Obwohl sich Elektronen in der Tat schärfer bündeln lassen, ist es schwierig, spezifische Proteine in einer Zelle elektronenmikroskopisch sichtbar zu machen. Hinzu kommt, dass Elektronenstrahlen nur wenige Mikrometer in eine Probe eindringen. Unter anderem deshalb hat die Elektronenmikroskopie trotz höherer Auflösung bisher viele Fragen im biologischen Mikrokosmos offen gelassen. Hingegen kann man mit fluoreszierenden Markermolekülen einzelne Proteine spezifisch und effizient markieren und im optischen Fluoreszenzmikroskop sichtbar machen. Doch bisher haperte es hier an der Auflösung.

Doch Forschern der Abteilung NanoBiophotonik am Göttinger Max-Planck-Institut für biophysikalische Chemie ist es in den letzen Jahren nun gelungen, mit der Stimulated Emission Depletion (STED)-Mikroskopie die Abbesche Auflösungsgrenze in der Fluoreszenzmikroskopie zu überwinden. Ein STED-Mikroskop, wie es auch in den beiden jüngsten Forschungsprojekten eingesetzt wurde, erreicht eine Auflösung von 50 bis 70 Nanometer. Damit reduziert sich die Fläche des Fluoreszenzspots von ursprünglich 200 Nanometer Durchmesser um etwa eine Größenordnung.

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Auflösungsgewinn durch STED-Mikroskopie anhand synaptischer Vesikel. Herkömmliche, so genannte konfokale Mikroskope sind nicht in der Lage, Proteine, die zu einzelnen Vesikeln gehören, in der Synapse einer Nervenzelle aufzulösen. Im Gegensatz dazu macht die STED-Mikroskopie diese Moleküle sichtbar - wie hier in der Abbildung rechts das Protein Synaptotagmin.

Diese Auflösung reichte den Forschern der Abteilung "Neurobiologie" am selben Max-Planck-Institut jetzt aus, um erstmals Proteine einzelner synaptischer Vesikel im Detail sichtbar zu machen. Sie visualisierten das Protein Synaptotagmin, das sich in der Membran der Vesikel befindet. Vesikel sind mit einem Nervenbotenstoff gefüllte Membranbläschen von ca. 40 Nanometer Größe, welche den Botenstoff zur Kontaktstelle zwischen zwei Nervenzellen, der Synapse, transportieren. Ihren Inhalt schütten sie an der Synapse aus, indem sie mit der Membran der Nervenzelle verschmelzen.

Unklar war bisher jedoch, ob die in der Membran der Vesikel enthaltenen und für die fehlerfreie Neurokommunikation mitverantwortlichen Proteine, wie etwa Synaptotagmin, sich nach der Verschmelzung des Vesikels über die Membran verteilen, oder ob sie zusammen bleiben. Die Göttinger Forscher konnten nun mithilfe der STED-Mikroskopie zeigen, dass die Synaptotagmin-Moleküle nach der Verschmelzung auf der Nervenmembran miteinander verbunden bleiben. Die Nervenzelle scheint sich also recht ‚ökonomisch’ zu verhalten - die in die Membran ausgeschütteten Proteine können "im Sammelpack" wieder aufgenommen werden.

Doch neuronale Vesikel werden nicht überall an einer Synapse gleich wahrscheinlich ausgeschüttet, sondern bevorzugt an so genannten "aktiven Zonen". Ein seinerzeit in der Fruchtfliege entdecktes Protein mit dem Namen Bruchpilot spielt bei der Formierung dieser aktiven Zonen eine entscheidende Rolle, wie eine parallel in "Science" publizierte gemeinsame Arbeit des Max-Planck-Instituts für biophysikalische Chemie, des European Neuroscience Institute und der Universität Würzburg zeigt. Mithilfe der STED-Mikroskopie entdeckten die Wissenschaftler, dass sich das Protein Bruchpilot in Ringen von etwa 150 Nanometer Durchmesser anordnet und auf diese Weise zur Ausbildung von aktiven Zonen führt. Dort scheint Bruchpilot die Nähe zwischen Kalziumkanälen und Vesikeln zu etablieren, um somit effiziente Transmitterfreisetzung zu ermöglichen.

Beide Studien belegen eindeutig, dass Untersuchungen biologischer Zellen im Nanometerbereich nicht mehr nur der Elektronenmikroskopie vorbehalten sind. Im Gegenteil, aufgrund bereits durchgeführter physikalischer Studien (vgl. Pressemitteilung [2]) weiß man inzwischen, dass die Auflösung der STED-Mikroskopie noch um ein Vielfaches gesteigert werden kann - prinzipiell bis auf molekulare Schärfe. Die STED-Mikroskopie scheint demnach ein neues Kapitel in der Mikroskopie aufzuschlagen, in dem grundlegende Fragestellungen der Zellbiologie auf der Nanoskala auch oder gerade mit fokussiertem Licht gelöst werden können.

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